Порівняння методів виділення ДНК у грибів відділу Ascomycota

  • Т. С. Шуть Інститут харчової біотехнології та геноміки НАН України, Україна, 04123, м. Київ, вул. Байди-Вишневецького, 2А https://orcid.org/0009-0008-3849-599X
  • І. А. Косолапов Київський національний університет ім. Т. Шевченка, Навчально-науковий центр «Інститут біології та медицини», Україна, 03022, м. Київ, просп. Академіка Глушкова, 2 https://orcid.org/0009-0004-7169-0894
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v37.1750
Ключові слова: Ascomycota, виділення ДНК, SDS, CTAB, магнітний сорбент, спектрофотометрія

Анотація

Мета. Порівняти методи виділення ДНК із грибів відділу Ascomycota. Застосовувались протоколи з використанням SDS (додецилсульфату натрію), CTAB (цетилтриметиламонію броміду), які були модифіковані під даний тип організмів та комерційний набір NeoPrep¹⁰⁰ DNA Magnet_Plant (NEOGENE, Україна). Методи. Виділення ДНК з міцелію грибів за допомогою трьох вище згаданих протоколів. Ампліфікація фрагментів генів β-тубуліна із використанням полімеразної ланцюгової реакції із специфічними праймерами. Розділення ампліконів у 1,5 %-агарозному гелі у присутності бромистого етидію. Результати. Адаптовано різні протоколи виділення ДНК для грибів відділу Ascomycota. Визначено концентрацію та якість виділеної ДНК, які варіювали у залежності від застосованого методу. Встановлено як різні методи виділення ДНК можуть впливати на полімеразну ланцюгову реакцію. Висновки. Встановлено, що SDS-метод виявився найбільш ефективним та оптимальним для виділення ДНК з грибів відділу Ascomycota. Найдовшим за тривалістю виділення був CTAB-метод, а найкоротшим – виділення ДНК за допомогою набору NeoPrep¹⁰⁰ DNA Magnet_Plant (NEOGENE, Україна).

Посилання

Roth M. G., Westrick N. M., Baldwin T. T. Fungal biotechnology: From yesterday to tomorrow. Front. fungal biol. 2023. Vol. 4. P. 1135263. https://doi.org/10.3389/ffunb.2023.1135263.

Senanayake I. C., et al. Predicting global numbers of teleomorphic ascomycetes. Fungal Diversity. 2022. Vol. 114. P. 237–278. https://doi.org/10.1007/s13225-022-00498-w.

Chauhan B. M., Kunjadiya K. M., Parekh S. N. Comparison of extraction techniques for isolation of fungal DNA. IJRASET. 2022. Vol. 10 (1). P. 1234–1240. https://doi.org/10.22214/ijraset.2022.41542.

Xia Y., Chen F., Du Y., Liu C., Bu G., Xin Y., Liu B. A modified SDS-based DNA extraction method from raw soybean. Bioscience Reports. 2019. Vol. 39 (2). P. BSR20182271. https://doi.org/10.1042/BSR20182271.

Sakai H. A DNA extraction method with SDS from single nematodes for direct application to PCR amplification. J. Nematol. 2010. Vol. 40 (1). P. 13–14. https://doi.org/10.3725/jjn.40.13.

Brito O. A., Santos F. A., Yafawi T. T., Saraiva C. R., Silva R. O., Leandro L. M., Aquino P. E., Junior D. L., Meandro M. K. Comparing protocols of DNA extraction from Escherichia coli: Analysis of purity and concentration by gel electrophoresis. BJ-BABS. 2022. Vol. 3 (2). P. 133–144. https://doi.org/10.47419/bjbabs.v3i02.123.

Schenk J. J., Becklund L. E., Carey S. J., Fabre P. P. What is the “modified” CTAB protocol? Characterizing modifications to the CTAB DNA extraction protocol. APPS. 2023. Vol. 11 (3). P. e11517. https://doi.org/10.1002/aps3.11517.

Kouakou J.-L., Gonedelé-Bi S., Assamoi J.-B., N'Guetta S.-P. A. Optimization of the Cetyltrimethylammonium bromide (CTAB) DNA extraction protocol using forest elephant dung samples. MethodsX. 2022. Vol. 9. P. 101867. https://doi.org/10.1016/j.mex.2022.101867.

Szymczyk A., Drozd M., Kamińska A. et al. Comparative evaluation of different surface coatings of Fe₃O₄-based magnetic nano sorbent for applications in nucleic acids extraction. Int. J. Mol. Sci. 2022. Vol. 23 (16). P. 8860. https://doi.org/10.3390/ijms23168860.

Shetty P. J. The evolution of DNA extraction methods. Am. J. Biomed. Res. 2020. Vol. 8 (1). P. 45–50. https://doi.org/10.34297/AJBSR.2020.08.001234.

Galliano I., Daprà V., Zaniol E. et al. Comparison of methods for isolating fungal DNA. Pract. Lab. Med. 2021. Vol. 25. P. e00221. https://doi.org/10.1016/j.plabm.2021.e00221.

Pluzhnyk A. V., Petlovana V. R., Dzhagan V. V. Rapid and Efficient Method for DNA Extraction from Fungi of the Genus Morchella Dill. Ex Pers”. Mikrobiolohichnyi Zhurnal. 2025. Vol. 87 (1). https://doi.org/10.15407/.

Sambrook J., David W. R. Molecular Сloning: A Laboratory Manual. Cold Spring Harbor, 2001. Vol. 2. 763. P. 17.

Benbouza H., Jean-Marie J., Jean-Pierre B. Optimization of a reliable, fast, cheap and sensitive silver staining method to detect SSR markers in polyacrylamide gels. Biotechnol. Agron. Soc. Environ. 2006. Vol. 10 (2). P. 77–81.

Al-Saad L. A., Al-Zaalan A. R. Short Communication: Evaluating the efficiency of ethanol precipitation of gDNA and PCR product. Basrah J. Agric. Sci. 2019. Vol. 32. P. 276–281.

Conlon B. H., Schmidt S., Poulsen M., Shik J. Z. Orthogonal protocols for DNA extraction from filamentous fungi. STAR Protocols. 2022. Vol. 3 (1). P. 101126. https://doi.org/10.1016/j.xpro.2022.101126.