Оптимізація прекондиціювання МСК вартонового студню для запобігання окисного стресу

  • M. В. Kовальчук Інститут молекулярної біології і генетики НАН України, Україна, 03143, м Київ, вул. Акад. Заболотного, 150; Національний науковий центр «Інститут кардіології, клінічної та регенеративної медицини імені академіка М. Д. Стражеска НАМН України», Україна, 03680, м. Київ, вул. Святослава Хороброго, 5 https://orcid.org/0000-0002-1836-6954
  • Н. С. Шувалова Національний науковий центр «Інститут кардіології, клінічної та регенеративної медицини імені академіка М. Д. Стражеска НАМН України», Україна, 03680, м. Київ, вул. Святослава Хороброго, 5 https://orcid.org/0000-0002-6390-5996
  • В. A. Kордюм Інститут молекулярної біології і генетики НАН України, Україна, 03143, м Київ, вул. Акад. Заболотного, 150; Національний науковий центр «Інститут кардіології, клінічної та регенеративної медицини імені академіка М. Д. Стражеска НАМН України», Україна, 03680, м. Київ, вул. Святослава Хороброго, 5 https://orcid.org/0000-0002-1324-2231
DOI: https://doi.org/10.7124/FEEO.v37.1761
Ключові слова: МСК, окисний стрес, прекондиціонування

Анотація

Мета. Показано, що біологічні властивості МСК (мезенхімальних стовбурових клітин) можна модулювати шляхом прекондиціонування за спеціальних умов культивування. Метою нашого дослідження була оцінка впливу різних концентрацій H2O2 для прекондиціонування МСК Вартонового студню (МСК-ВС) для захисту від подальшого посиленого окисного стресу та зменшення цитотоксичних ефектів. Методи. МСК були отримані з пуповини людини та культивовані за стандартними методами. Окисний стрес був викликаний перекисом водню (H2O2). Метаболічну активність та виживання кондиціонованих МСК-ВС оцінювали за допомогою MTT аналізу. Результати. Наші результати показали, що попереднє кондиціонування МСК-ВС з 10, 20, 30 і 40 мкМ H2O2 протягом 24 годин підвищило їх виживання під токсичними дозами H2O2, а рівень виживаності варіювався в залежності від різних режимів попереднього кондиціонування та рівнів посиленого стресу. Максимальний захисний ефект спостерігався при попередньому кондиціонуванні 10 мкМ H2O2 для стресу 300 мкМ H2O2. Водночас максимальна адаптивна реакція на рівень стресу 500 мкМ була виявлена лише після попереднього кондиціонування 30 мкМ H2O2. Висновки. Наші результати демонструють, що H2O2 попереднє кондиціонування МСК-ВС може індукувати адаптивну реакцію виживання клітин до наступного посиленого окисного стресу. Однак переваги попереднього кондиціонування залежать від концентрації H2O2 під час попереднього кондиціонування, рівня окислювального стресу та характеристик МСК конкретного донора клітин.

Посилання

Lennicke C., Cochemé H. M. Redox metabolism: ROS as specific molecular regulators of cell signaling and function. Molecular cell. 2021. Vol. 81 (18). P. 3691–3707. https://doi.org/10.1016/j.molcel.2021.08.018.

Denu R. A., Hematti P. Effects of Oxidative Stress on Mesenchymal Stem Cell Biology. Oxid. Med. Cell Longev. 2016. Vol. 2016. 2989076. https://doi.org/10.1155/2016/2989076.

Rahimi B., Panahi M., Saraygord-Afshari N. et al. The secretome of mesenchymal stem cells and oxidative stress: challenges and opportunities in cell free regenerative medicine. Mol. Biol. Rep. 2021. Vol. 48 (7). P. 5607–5619. https://doi.org/10.1007/s11033-021-06360-7.

Ferreira J. R., Teixeira G. Q., Santos S. G. et al. Mesenchymal Stromal Cell Secretome: Influencing Therapeutic Potential by Cellular Pre-conditioning. Front. Immunol. 2018. Vol. 9. 2837. https://doi.org/10.3389/fimmu.2018.

Miceli V., Bulati M., Iannolo G. et al. Therapeutic Properties of Mesenchymal Stromal/Stem Cells: The Need of Cell Priming for Cell-Free Therapies in Regenerative Medicine. Int. J. Mol. Sci. 2021. Vol. 22 (2). 763. https://doi.org/10.3390/ijms22020763.

Pizzuti V., Paris F., Marrazzo P., Bonsi L., Alviano F. Mitigating Oxidative Stress in Perinatal Cells: A Critical Step toward an Optimal Therapeutic Use in Regenerative Medicine. Biomolecules. 2023. Vol. 13. 971. https://doi.org/10.3390/biom13060971.

Ransy C., Vaz C., Lombès A., Bouillaud F. Use of H2O2 to Cause Oxidative Stress, the Catalase Issue. Int. J. Mol. Sci. 2020. Vol. 21 (23). 9149. https://doi.org/10.3390/ijms21239149.

Huang B. K., Sikes H. D. Quantifying intracellular hydrogen peroxide perturbations in terms of concentration. Redox. Biol. 2014. Vol. 2. P. 955–962.

Sies H. Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: Oxidative eustress. Redox Biol. 2017. Vol. 11. P. 613–619.

Forman H. J., Bernardo A., Davies K. J. What is the concentration of hydrogen peroxide in blood and plasma? Arch. Biochem. Biophys. 2016. Vol. 603. P. 48–53.

Salehinejad P., Alitheen N. B., Ali A. M. et al. Comparison of different methods for the isolation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton’s jelly. In Vitro Cell Dev. Biol. Animal. 2012. Vol. 48 (2). P. 75–83.

Van de Loosdrecht A. A., Beelen R. H., Ossenkoppele G. J., Broekhoven M. G., Langenhuijsen M. M. A tetrazolium-based colorimetric MTT assay to quantitate human monocyte mediated cytotoxicity against leukemic cells from cell lines and patients with acute myeloid leukaemia. J Immunol. Methods. 1994. Vol. 174 (1–2). P. 311–320.

Kovalchuk M. V., Shuvalova N. S., Kordium V. A. Donor variability of the Wharton jelly-derived MSCs in response to oxidative stress. Biopolymer. Cell. 2021. Vol. 37 (6). P. 419–427. https://doi.org/10.7124/bc.000A67.

Calabrese E. J. Preconditioning is hormesis part II: How the conditioning dose mediates protection: Dose optimization within temporal and mechanistic frameworks. Pharmacol. Res. 2016. https://doi.org/10.1016/j.phrs.2015.12.020.